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Hinweise zur Testung von Patienten auf Infektion mit dem neuartigen Coronavirus SARS-CoV-2

Stand: 12.2.2021

Letzte Aktualisierung:

Ergänzungen in den Abschnitten Molekulare Surveillance, Variants of concern, Antigennachweise und Bemerkungen zur Interpretation von Laborergebnissen.

Für eine Information zu grundlegenden Eigenschaften des SARS-CoV-2 verweisen wir auf ein separates Dokument auf der RKI-Webseite.

Probenmaterial zum direkten Erregernachweis

Bei Verdacht auf das Vorliegen einer Infektion mit dem neuartigen Coronavirus SARS-CoV-2 sollten je nach klinischer Situation und Fragestellung Untersuchungsmaterial aus den oberen Atemwegen und wenn möglich und klinisch geboten, Proben aus den tiefen Atemwegen entnommen werden (Schutzmaßnahmen beachten).

Obere Atemwege:

  1. Nasopharynx-Abstrich (Nasen-Rachen-Abstrich)
  2. Oropharynx-Abstrich (Rachenabstrich)

Tiefe Atemwege:

  • Bronchoalveoläre Lavage
  • Sputum (bei Patienten mit produktivem Husten; Arbeitsschutz beachten)
  • Trachealsekret

Nasopharynx-Abstriche stellen den Standard der Probenentnahme für den Nachweis von SARS-CoV-2 aus dem oberen Respirationstrakt dar (WHO, 2020b) dar. Im Vergleich zu diesen Abstrichen ist die Entnahme von Rachenabstrichen für die meisten Patienten leichter tolerierbar, bei vergleichbarer (Wolfel et al., 2020) bzw. etwas niedrigerer (Covid-Investigation Team, 2020; Wang et al., 2020) diagnostischer Sensitivität der molekularen Diagnostik. Ggf. können Rachen- und Nasenabstrich kombiniert werden.

Verschiedentlich wird die Verwendung anderer Probenmaterialien, wie z.B. von Rachenspülwasser/Gurgelwasser und Speichel diskutiert. Die Verwendung dieser Probenmaterialien sollte unter Berücksichtigung des jeweiligen Settings sowie in enger Absprache mit dem Labor erfolgen. Es ist zu bedenken, dass deutlich weniger Erfahrungswerte zu diesen Materialien vorliegen und die Sensitivität dem Referenzstandard unterlegen sein kann. Für beidseitige Nasenabstriche wurde in einer Studie eine Sensitivität der PCR von 94-96% ermittelt (Tu et al., 2020). Für Speichel beschreiben einige Gruppen geringere klinisch-diagnostische Sensitivität (Chen et al., 2020; Iwasaki et al., 2020; Jamal et al., 2020; McCormick-Baw et al., 2020; To et al., 2020; Williams et al., 2020), während andere Gruppen vergleichbare bzw. im Fall einiger Studien auch höhere Sensitivität der PCR-Diagnostik feststellten (Rao et al., 2020; Wyllie et al., 2020). Für Rachenspülwasser deuten wenige Veröffentlichungen auf eine mit nasopharyngealen Abstrichen vergleichbare Sensitivität der PCR hin; je nach Spülvolumen und -technik könnte es hier jedoch zu Verdünnungseffekten mit unter Umständen hoher Ergebnisvariabilität kommen (Guo et al., 2020; Malecki et al., 2020; Saito et al., 2020). Probengefäße für Speichel und Rachenspülwasser nehmen mehr Platz in Anspruch als Abstrichtupfer; beim Gurgeln (Rachenspülwasser) und auch bei der Speichelgewinnung besteht die Gefahr der Aerosolbildung, und entsprechende Vorsichtsmaßnahmen müssen vor Probengewinnung getroffen werden.

Bei Abstrichen ist zu beachten, dass für den Virusnachweis geeignete Tupfer verwendet werden („Virustupfer“ mit entsprechendem Transport-Medium oder notfalls trockene Tupfer mit kleiner Menge NaCl-Lösung; keine Agar-Tupfer). Für Hinweise zur korrekten Durchführung der Probennahme wird auf das WHO-Dokument „Laboratory biosafety guidance related to coronavirus disease (COVID-19)“ verwiesen, sowie auf die Angaben des jeweiligen Labors. Wir verweisen außerdem auf die Empfehlungen des Ausschusses für Biologische Arbeitsstoffe zu Arbeitsschutzmaßnahmen bei der point-of-care SARS-CoV-2 Diagnostik.

Eine angeleitete Selbstbeprobung durch den Patienten kann eine Exposition für das Gesundheitspersonal verringern. Bei rund 500 Patienten zeigten selbstentnommene beidseitige vordere Nasenabstrichen und Abstriche der mittleren Nasenmuschel gute Übereinstimmung mit dem durch medizinisches Personal entnommenen Nasenrachenabstrich in der molekularen SARS-CoV-2 Testung (Tu et al., 2020).

Alle Proben sollten das Labor schnellstmöglich nach Entnahme erreichen. Erfolgt dies voraussichtlich innerhalb von 72 Stunden, kann die Probe bei 4°C gelagert und wenn möglich gekühlt versendet werden. Die Stabilität von SARS-CoV-2 in Probenmaterialien wurde von Rogers et al. evaluiert und als sehr hoch befunden (Rogers et al., 2020). Kurze Transportzeiten sind allerdings auch im Hinblick auf die Einleitung von Maßnahmen auf der Basis des Befundes grundsätzlich anzustreben.

Verpackung und Versand

Klinische Proben von Verdachtsfällen zum Nachweis von SARS-CoV-2 sind als „Biologischer Stoff, Kategorie B“ der UN-Nr. 3373 zuzuordnen und nach Maßgabe der Verpackungsanweisung P650 zu verpacken. Der Versand sollte wenn möglich gekühlt erfolgen (s. Probenentnahme).

Die Verpackung besteht aus 3 Komponenten, Primär-, Sekundär- und Außenverpackung, die oft in folgender Ausfertigung kommerziell erhältlich ist:

  1. Primärverpackung = Probengefäß (z. B. Tupferröhrchen oder Monovette)
  2. Sekundärverpackung = Schutzgefäß (flüssigkeitsdicht verschraubtes Plastikröhrchen, darin saugfähiges Material)
  3. Außenverpackung = Kistenförmige Verpackung

Die verschlossenen Versandstücke sind als „Biologischer Stoff, Kategorie B“ und "UN 3373" in Raute (Seitenlänge mind. 50 x 50 mm) zu kennzeichnen. Die Angabe der Telefonnummer einer verantwortlichen Person ist sinnvoll.

Der Versand sollte über einen Paketdienst bzw. den laboreigenen Kurierdienst nach Absprache mit dem untersuchenden Labor erfolgen.

Empfehlungen zum Umgang mit Probenmaterial

Der ABAS (Ausschuss für Biologische Arbeitsstoffe) hat das SARS-CoV-2 in einer Stellungnahme vom 13.10.2020 in die Risikogruppe 3 eingestuft und Empfehlungen zum Umgang mit Probenmaterial bei nicht-gezielten Tätigkeiten (Diagnostik) und gezielten Tätigkeiten mit SARS-CoV-2 gegeben.

Nicht gezielte Tätigkeiten können im Rahmen der Labordiagnostik von SARS-CoV-2, ausgehend vom Untersuchungsmaterial (etwa Probenvor- und –aufbereitung sowie die Inaktivierung zur Durchführung molekularbiologischer Techniken (PCR) unter den Bedingungen der Schutzstufe 2 durchgeführt werden. Gezielte Tätigkeiten mit dem SARS-CoV-2 wie z.B. dessen Vermehrung sind nach §5 Biostoffverordnung in Laboratorien der Schutzstufe 3 durchzuführen.

Direkter Erregernachweis durch RT-PCR

Für eine labordiagnostische Untersuchung zur Klärung des Verdachts auf eine Infektion mit dem SARS-CoV-2 wurden PCR-Nachweissysteme entwickelt und validiert. Sie gelten als „Goldstandard“ für die Diagnostik. Nähere Angaben sind über die Webseite der WHO zu Coronaviren bzw. der Foundation for Innovative New Diagnostics verfügbar.

Es steht eine Reihe von kommerziellen Testsystemen mit hoher Spezifität und unterschiedlicher Bearbeitungsdauer zur Verfügung. Eine Testung ist indiziert, wenn aufgrund von Anamnese, Symptomen oder Befunden ein klinischer Verdacht besteht, der mit einer SARS-CoV-2 Infektion (COVID-19) vereinbar ist (s. hierzu auch das jeweils aktuelle Flussschema des RKI sowie die Angaben der KBV zur Vergütung der Leistungen für Ärzte; sowie Flussdiagramm Orientierungshilfe für Bürgerinnen/Bürger). Gerade bei älteren Personen kann die Erkennung von Symptomen schwierig sein (Arons et al., 2020; Graham et al., 2020; McMichael et al., 2020). Weitere Indikationen können sich aus epidemiologischen Fragestellungen ableiten.

Bei niedriger Prävalenz und niederschwelliger Testindikation (einschließlich der Testung asymptomatischer Personen) werden an die Spezifität der Teste im Hinblick auf den positiven Vorhersagewert hohe Anforderungen gestellt. Dem tragen z. B. "Dual Target" Tests Rechnung. Unabhängig vom Testdesign sind jedoch grundsätzlich die für einen Test vorliegenden Daten zu den Leistungsparametern entscheidend. Die verwendeten Targets (Zielgene) können sich zwischen verschiedenen Testsystemen sowie innerhalb eines Testsystems (z. B. im Falle von "Dual Target"-Tests) in ihrer analytischen Spezifität und Sensitivität unterscheiden. Insbesondere bei diskrepanten Ergebnissen innerhalb eines Tests bzw. unklaren/unplausiblen Ergebnissen der PCR-Testung (z. B. grenzwertige Ct-Werte, untypischer Kurvenverlauf) muss eine sorgfältige Bewertung und Validierung durch einen in der PCR-Diagnostik erfahrenen und zur Durchführung der Diagnostik ermächtigten Arzt (s. dazu auch die Hinweise im EBM) erfolgen. Ggf. muss zur Klärung eine geeignete laborinterne Überprüfung (z. B. Wiederholung mit einem anderen Testsystem) erfolgen bzw. eine neue Probe angefordert werden. Der Befund soll eine klare Entscheidung im Hinblick auf die Meldung ermöglichen.

Die Labore sind gehalten, regelmäßig an entsprechenden Ringversuchen teilzunehmen:

Für die Qualitätssicherung in der molekularen Diagnostik ist es wesentlich, bei allen Tests fortlaufend Qualitätskontrollen wie Positiv- und Negativkontrollen mitzuführen, die es erlauben, anhand der dafür generierten Messwerte die Reproduzierbarkeit der Tests und damit relevante Kenngrößen wie z. B. die Nachweisgrenze und ggf. Abweichungen von der erwarteten Leistungsfähigkeit der Tests zu erkennen. Der aus der real-time PCR bekannte Ct-Wert stellt nur einen semi-quantitativen und von Labor zu Labor nicht unmittelbar vergleichbaren Messwert dar, solange es keinen Bezug auf eine Referenz gibt. Ein exakt quantifizierter Standard kann dazu verwendet werden, die erhaltenen Ct-Werte in eine RNA- Kopienzahl pro Reaktion und ggf. pro Probenvolumen umzurechnen; so lässt sich der Bezug auf publizierte Daten zur Replikationsfähigkeit des in der Probe enthaltenen Virus in geeigneten Zellkulturen erleichtern (s. unten). Für die Nukleinsäure-gestützte Diagnostik stehen international verschiedene Referenzmaterialien, hier insbesondere RNA von SARS-CoV-2, zur Verfügung (die Liste erhebt keinen Anspruch auf Vollständigkeit):

EC JRC Referenzmaterial:
https://crm.jrc.ec.europa.eu/p/q/covid-19/EURM-019-single-stranded-RNA-ssRNA-fragments-of-SARS-CoV-2/EURM-019

NIST Referenzmaterial:
https://www.nist.gov/programs-projects/sars-cov-2-research-grade-test-material

In einer Kooperation zwischen dem Robert Koch-Institut, Abteilung für Infektionskrankheiten und Zentrum für Biologische Gefahren und Spezielle Pathogene/Hochpathogene Viren, dem Konsiliarlabor für Coronaviren am Institut für Virologie der Charité - Universitätsmedizin Berlin, INSTAND e.V. als Referenzinstitution der Bundesärztekammer für die externe Qualitätssicherung in medizinischen Laboratorien, der ad hoc-Gruppe der Gemeinsamen Diagnostikkommission der Deutschen Vereinigung zur Bekämpfung der Viruskrankheiten (DVV) und der Gesellschaft für Virologie (GfV) bietet INSTAND e.V. für alle deutschen Laboratorien für die Diagnostik zum Virusgenom-Nachweis von SARS-CoV-2 zwei unterschiedlich konzentrierte quantitative Bezugsproben mit den folgenden SARS-CoV-2-RNA-Lasten an:

Quantitative Bezugsprobe 1 (Ch07469) ca. 10.000.000 Kopien/ml

Quantitative Bezugsprobe 2 (Ch07470) ca. 1.000.000 Kopien/ml.

Das Begleitheft der Bezugsproben liefert wichtige Hinweise zur Testdurchführung und Anwendung sowie Daten zu ihrer Charakterisierung in verschiedenen Laboren.

Mehrere Studien deuten darauf hin, dass eine erfolgreiche Virusanzucht aus Patientenmaterial mit der Höhe der SARS-CoV-2-RNA-Last im Untersuchungsmaterial korreliert (Perera et al., 2020; van Beek et al., 2020; Wolfel et al., 2020), sofern dies nach Symptombeginn entnommen wurde.

Vor diesem Hintergrund kann die Höhe der SARS-CoV-2-RNA-Last im Untersuchungsmaterial in folgendem klar definierten Zusammenhang betrachtet werden: bei der Entscheidungsfindung in der Entisolierung von Patienten, deren Symptombeginn mindestens 10 Tage zurückliegt und die außerdem seit mindestens 48 h deutliche Besserung der klinischen Symptomatik aufweisen; s. Flussschema zum Entlassmanagement.
Folgende Limitationen sind hierbei zu beachten:

  1. Die SARS-CoV-2 Genomkopienzahl in Untersuchungsmaterial aus dem oberen Respirationstrakt unterliegt z. T. erheblichen Schwankungen, die sowohl vom Infektionsstadium als auch von den präanalytischen Faktoren der Untersuchung wesentlich mitbestimmt werden. So nimmt die Erregerlast im frühen (etwa dem präsymptomatischen) Infektionsstadium zunächst zu, erreicht dann einen Spitzenwert bzw. ein Plateau und nimmt anschließend wieder ab. Des Weiteren erbringt ein nicht sachgerecht durchgeführter (z.B. nur flüchtig vorgenommener) Rachenabstrich per se deutlich geringere SARS-CoV-2 RNA-Mengen als ein lege artis durchgeführter Nasopharynx-Abstrich (Goldstandard).
  2. Eine entsprechende Analyse ist nur im Rahmen des Entlassmanagements (z. B. zur ergänzenden Einschätzung eines persistierend positiven PCR-Ergebnisses) sinnvoll, wenn zusätzlich der Symptombeginn mehr als 10 Tage zurückliegt und eine nachhaltige klinische Besserung seit >48 h verzeichnet worden ist (s. „Entlassungskriterien aus der Isolierung“).
  3. Für die Einleitung von Maßnahmen bei Kontaktpersonen oder bei der initialen Entscheidung über Maßnahmen nach Erstdiagnose spielt die Genomkopienlast im Untersuchungsmaterial keine Rolle. Hier sind immer die konkreten Umstände auf der Basis des qualitativen Ergebnisses (z. B. Zeitpunkt des Kontaktes; Beginn der Symptome) im Einzelfall entscheidend.

Die bislang in der Literatur publizierten Daten deuten darauf hin, dass in nach Symptombeginn entnommen Proben mit einer Virus-RNA-Last von 10^6 Kopien/ml die Anzuchtwahrscheinlichkeit klar unter 50% liegt: Wölfel et al. bestimmten anhand der Untersuchungsbefunde von neun leicht bis moderat erkrankten Personen für diesen Schwellenwert eine Anzuchtwahrscheinlichkeit um 10% [95% CI, ca. 0-40%] (Fig. 1 g., Wolfel et al., 2020). Van Kampen et al. bestimmten anhand der Befunde von 129 schwer bis kritisch erkrankten Personen (davon 23 mit infektiösem Virus) für diesen Schwellenwert eine Anzuchtwahrscheinlichkeit unter 5% (van Kampen et al., 2021). Der Schwellenwert von 10^6 Kopien/ml basiert auf dem derzeitigen Stand der Forschung und beinhaltet ein Restrisiko. Es handelt sich dementsprechend nicht um einen klaren Grenzwert, sondern nur um einen Orientierungswert, der im Kontext klinischer und zeitlicher Parameter zu betrachten ist.

Sogenannte TMA (Transcription Mediated Amplification)-Assays zum direkten Erregernachweis zeigen gute Übereinstimmung mit der RT-PCR (Pham et al., 2020; Smith et al., 2020; Tremeaux et al., 2020). Unter den genannten Voraussetzungen können die quantitativen Bezugsproben auch in TMA-Assays zur Abschätzung der SARS-CoV-2-RNA-Last eingesetzt werden.

Von einer ungezielten Testung von asymptomatischen Personen wird aufgrund der unklaren Aussagekraft eines negativen Ergebnisses (lediglich Momentaufnahme) in der Regel abgeraten. Ein Anlass zur Testung von prä- bzw. asymptomatischen Personen ist die Fallfindung unter Personen, die z.B. im Rahmen der Ermittlungen durch das Gesundheitsamt als Kontaktperson 1. Grades eines laborbestätigten Falles eingestuft wurden (www.rki.de/covid-19-kontaktpersonen). Dies betrifft auch den Kontext von Ausbruchssituationen (Leitfaden für den Öffentlichen Gesundheitsdienst zum Vorgehen bei Häufungen von COVID-19) oder wenn eine Symptomatik nicht zuverlässig erhoben werden kann.

Weiterhin ist es im stationären Bereich sinnvoll sein, Patienten vor/bei Aufnahme bzw. Mitarbeitende in der Patientenversorgung (HCW) ohne erkennbare Beschwerden nach einem bestimmten Schema hinsichtlich einer SARS-CoV-2 Infektion zu untersuchen, um nosokomiale Übertragungen zu minimieren (www.rki.de/covid-19-patientenversorgung). Bei der Entscheidung zu einem solchen Vorgehen sollte die jeweils aktuelle epidemiologische Situation und das geübte Hygieneregime berücksichtigt werden.

Auch im Rahmen der Prävention und des Managements von COVID-19 in Alten- und Pflegeeinrichtungen sowie in Einrichtungen für Menschen mit Beeinträchtigungen und Behinderungen kann es sinnvoll sein, Pflegepersonal und Heimbewohner ohne Beschwerden in Abstimmung mit der lokalen Gesundheitsbehörde periodisch hinsichtlich SARS-CoV-2 zu testen um prä-/asymptomatisch infizierte Personen zu identifizieren und Infektionsketten zu unterbrechen (www.rki.de/covid-19-pflegeeinrichtungen).

Generell wird die Richtigkeit des Ergebnisses von diagnostischen Tests auch von der Verbreitung einer Erkrankung beeinflusst (s. positiv und negativ prädiktiven Wert des Tests). Je seltener die Erkrankung und je ungezielter getestet wird, umso höher sind die Anforderungen an Sensitivität und Spezifität der zur Anwendung kommenden Tests. Zur jeweils aktuellen Lage wird auf die Lageberichte des RKI hingewiesen.

Ein negatives PCR-Ergebnis schließt die Möglichkeit einer Infektion mit SARS-CoV-2 nicht aus. Falsch-negative Ergebnisse können z. B. aufgrund schlechter Qualität der Probennahme, unsachgemäßem Transport oder ungünstigem Zeitpunkt (bezogen auf den Krankheitsverlauf) der Probenentnahme nicht ausgeschlossen werden (Woloshin et al., 2020). Wenn ein Patient mit begründetem Verdacht auf SARS-CoV-2 -Infektion in der initialen PCR negativ getestet wird, sollte mit dem Labor eine erneute Probenentnahme und -untersuchung abgesprochen werden. Das am besten geeignete Untersuchungsmaterial ist vom Zeitpunkt der Entnahme im Verlauf der Erkrankung abhängig. Bei tiefen Atemwegsinfektionen ist die alleinige Testung von Probenmaterial aus dem Oro- und Nasopharynx zum Ausschluss einer Infektion nicht geeignet, da in dieser Phase der Erkrankung ggf. nur Material aus dem unteren Respirationstrakt oder Stuhl in der PCR positiv sind.

Bei entsprechendem klinischen Verdacht ist es sinnvoll, die Probe ggf. differentialdiagnostisch auch auf andere saisonal relevante respiratorische Erreger (z.B. Influenzavirus oder RSV) zu untersuchen.

Für die Klärung weiterführender Fragen, die sich etwa während des klinischen Verlaufs einer COVID-19 Infektion ergeben, kann das Asservieren von Patientenproben oder der daraus gewonnenen Nukleinsäuren sinnvoll sein. Dazu zählen z. B. Untersuchungen auf die Präsenz anderer Erreger oder die Klärung der Frage einer Reinfektion. Die Entscheidung darüber, ob bzw. welches Material asserviert wird, obliegt wegen der damit verbundenen logistischen Aufwendungen dem mit der Diagnostik betrauten Labor.

Molekulardiagnostische Tests zum Nachweis von SARS-CoV-2 stehen auch im point-of-care-test- (POCT)-Format zur Verfügung (Collier et al., 2020). Methodisch basieren solche POCTs zum Nukleinsäurenachweis z. B. auf der PCR- oder der LAMP- (loop-mediated isothermal amplification) Technologie. Sensitivität und Spezifität variieren dabei und sind häufig (Axell-House et al., 2020), aber nicht immer (Basu et al., 2020; Harrington et al., 2020) der herkömmlichen PCR vergleichbar.

Molekulare Surveillance und Erkennung von VOC

Zur Beobachtung und Feindifferenzierung der in Deutschland zirkulierenden SARS-CoV-2-Varianten erfolgt im Rahmen einer Molekularen Surveillance eine tiefergehende Analyse entsprechend geeigneter SARS-CoV-2-positiver Proben (s. unten).

Besondere Aufmerksamkeit beanspruchen Varianten, die Änderungen von Erregereigenschaften aufweisen, die sich auf die Kontagiosität der Betroffenen, die Sensitivität der Diagnostik, die Schwere des klinischen Verlaufes oder die Immunität nach Genesung oder Impfung auswirken.

Die Sequenzdaten für die Analyse von Diversität und Evolution von SARS-CoV-2 in Deutschland werden aus folgenden Quellen am RKI zusammengeführt:

(i) der öffentlichen Sequenzdatenbank der Global Initiative for Sharing All Influenza Data“ (GISAID) in der viele in Deutschland und international gewonnene Genomsequenzen des SARS-CoV-2 veröffentlicht werden

(ii) den Sequenzdaten des Konsiliarlabors für Coronaviren, die vom Virologischen Institut der Charité unter https://civnb.info/sequences/ der Öffentlichkeit zur Verfügung gestellt werden

(iii) den am RKI sequenzierten SARS-CoV-2 Proben aus der virologischen Surveillance des deutschen Sentinels für Akute Respiratorische Erkrankungen mit Schwerpunkt Influenza

(iv) den am RKI sequenzierten Proben aus dem Projekt zur integrierten molekularen Surveillance von SARS-CoV-2 (IMS SARS-CoV-2)

(v) den Sequenzdaten, die im Rahmen der die im Rahmen der Amtshilfe zur Unterstützung von Ausbruchuntersuchungen oder Studien gewonnen werden.

Um die Datenbasis zur Erkennung neuer SARS-CoV-2-Varianten in Deutschland schnell und umfassend zu erweitern, wird empfohlen, dass alle Labore, die SARS-CoV-2 Sequenzdaten aus ihren Proben erheben, eine Veröffentlichung bei GISAID ermöglichen (zur Registrierung: https://www.gisaid.org/registration/register/). Auf die CoronaSurvV wird ausdrücklich hingewiesen. In diesem Zusammenhang listet die Handlungsanleitung für primärdiagnostizierende Labore Kriterien zur Probenauswahl und gibt Hinweise zur Durchführung von Sequenzierung und Datenübermittlung an das RKI im Zusammenhang des Deutschen Elektronischen Sequenzdaten-Hubs (DESH).

Ein erster Bericht zu Ergebnissen aus derartigen Erhebungen findet sich unter www.rki.de/covid-19 > Diagnostik und Teststrategie.

Identifizierung derzeit zirkulierender Variants of Concern (besorgniserregende Varianten)
Die in Großbritannien etablierte molekulare Surveillance ermöglichte die Detektion und Charakterisierung einer neuartigen SARS-CoV-2 Variante [SARS-CoV-2 VOC 202012/01; VOC: variant of concern] der Linie B.1.1.7, die mitunter auch als 501Y.V.1 bezeichnet wird (European Centre for Disease Prevention and Control, 2020b; Rambaut et al., 2020). Diese Variante weist zahlreiche Mutationen auf, die zu Aminosäureaustauschen vor allem im Spike Protein führen (European Centre for Disease Prevention and Control, 2020b; Rambaut et al., 2020). Neben der starken Ausbreitung in Großbritannien sind nun auch Nachweise aus anderen Ländern berichtet. Man geht davon aus, dass die B.1.1.7 Linie eine erhöhte Transmissibilität (leichtere Übertragbarkeit) aufweist (Public Health England, 2020, 2021a; Vöhringer et al., 2020; Volz et al., 2021).
Außerdem wurde im Dezember 2020 erstmals vom vermehrten Auftreten einer SARS-CoV-2-Variante in Südafrika (B.1.351, 501Y.V.2) berichtet, die ebenfalls zahlreiche nichtsynonyme Mutationen im S-Protein aufweist. Auch für diese wird erhöhte Transmissibilität diskutiert (Tegally et al., 2020). Experimentelle In-vitro-Studien zu einzelnen Mutationen dieser Variante darauf hin, dass diese Variante geringere Sensitivität gegen bestimmte neutralisierende Antikörper aufweisen könnte (Greaney et al., 2021; Weisblum et al., 2020).
Aus Brasilien wurde über eine SARS-CoV-2-Variante berichtet, die von der Linie B.1.1.28 abstammt, P.1 (501Y.V.3). Diese ähnelt in bestimmten Schlüsselpositionen des S-Proteins der aus Südafrika beschriebenen N501Y.V.2 Variante. Auch für diese werden erhöhte Transmissibilität und verringerte Sensitivität gegen neutralisierende Antikörper diskutiert (Faria et al., 2021).
Weitere Informationen zu neuartigen Varianten von SARS-CoV-2 finden sich im Online-Dokument Virologische Basisdaten sowie Neuartige Varianten.

Für die zeitnahe Erkennung der o.g. Variants of Concern (VOC) gibt es PCR-Assays, welche z.B. über eine Schmelzkurvenanalyse eine erste Einordnung ermöglichen.
Als Screeningtest bieten sich Assays zur Detektion der N501Y-Mutation an, da (1) alle oben genannten, von der WHO ausgewiesenen VOC, die N501Y-Mutation aufweisen, und es sich (2) derzeit bei Viren mit N501Y-Mutation in den meisten Fällen um eine der drei VOCs handelt. Diese Assays eignen sich ggf. auch zur Untersuchung gepoolter Proben. Sie erfassen alle Viren mit einer N501Y-Mutation, inklusive der oben genannten Varianten, können aber nicht zwischen verschiedenen Varianten differenzieren.

Liegt eine N501Y-Mutation vor, dann sollte eine weitere Charakterisierung erfolgen, zumal es mittlerweile Berichte, auch aus Deutschland, über vereinzelte SARS-CoV-2-Viren gibt, die keiner der drei Linien B.1.1.7, B.1.351 oder P.1 zugeordnet werden, aber den 501Y-Genotyp tragen. Weitere Analysen zu derartigen Viren, deren Genom in GISAID eingestellt sind, können auf einer Webseite des Scripps Research Institutes abgerufen werden (https://outbreak.info/situation-reports#custom-report).

Zur weiteren Charakterisierung kommen etwa PCR-basierte Genotypisierungsassays und/oder die Sequenzierung zum Einsatz. PCR-basierte Assays detektieren variantenspezifische Mutationen und ermöglichen so die weitere Zuordnung N501Y-positiver Proben. Sie ermöglichen eine zeitnahe erste Einschätzung, sind jedoch kein Ersatz für eine Sequenzierung, welche die genaueste Methode für die phylogenetische Einordnung und die Erkennung weiterer Mutationen darstellt (Public Health England, 2021b) . Darüber hinaus dient die Surveillance zufällig ausgewählter Proben der Erkennung weiterer Veränderungen des Virus in der Population (offener Blick) (European Centre for Disease Prevention and Control, 2021).

Die Meldung positiver N501Y-Testergebnisse erfolgt im Rahmen der Nachmeldung von Typisierungsergebnissen und kann als „Hinweis auf das Vorliegen einer VOC“ gewertet werden. Erfolgt die anschließende Charakterisierung anhand weiterer Genotypisierungs-PCRs, welche beispielsweise die 69/70-Deletion, die E484K-Mutation und/oder die K417N-Mutation detektieren, so kann dies zu einem „labormedizinisch begründeten Verdacht auf eine VOC“ führen. Erfolgt eine Variantenzuordnung anhand einer Sequenzierung, so stellt das Ergebnis den Nachweis einer Variante dar.

Eine Übersicht sequenzierender Labore in Deutschland findet sich z.B. unter: https://www.corona-diagnostik-insights.de/vollgenomsequenzierungslabore/.

Im Rahmen der Routinediagnostik können PCR-Systeme, die die Spike-Region erfassen, gegebenenfalls auffällige Ergebnisse zeigen, die auf das Vorliegen einer variant of concern hinweisen können. Dies gilt insbesondere für PCR-Systeme, die die Spike Deletion H69/V70 der britischen VOC 202012/01 erfassen (Public Health England, 2020). Ähnlich kann es bei der Diagnostik neuer SARS-CoV-2-Varianten des zu PCR-Ausfällen kommen, wenn sie Mutationen aufweisen, die in verminderter Primereffizienz resultieren. Daher sollte eine Beobachtung der primerbindenden Bereiche erfolgen und die Primersequenzen insbesondere solcher diagnostischer PCRs, die auf Spike-kodierende Sequenzbereiche abzielen, sollten regelmäßig überprüft werden, damit sichergestellt ist, dass diese PCRs zuverlässig alle zirkulierenden SARS-CoV-2-Varianten nachweisen, inklusive der VOCs.

Antigennachweise

Zunehmend werden auch Antigennachweise für SARS-CoV-2 angeboten. Das Antigen-(Schnell-)testformat basiert auf dem Nachweis von viralem Protein in respiratorischen Probenmaterialien. Aktuell stehen im Point-of-Care-Format (Schnellteste im engeren Sinne) fluoreszenz- oder chemilumineszenzbasierte Teste, die ein Auswertegerät benötigen, sowie lateral-flow-Teste zur unmittelbaren visuellen Auswertung vor Ort zur Verfügung.

Antigen (AG)-Teste können bei Erfüllung definierter Anforderungen dort eine sinnvolle Ergänzung der (PCR-)Testkapazitäten darstellen, wo in der akuten Phase der Infektion schnell (vor Ort, POCT) eine erste (Vor-)Entscheidung über das mögliche Vorliegen einer übertragungsrelevanten Infektion bei einer Person gefällt werden soll (WHO, 2020a).

Voraussetzung für die sachgerechte Anwendung ist die korrekte Lagerung und die Durchführung bei Raumtemperatur (siehe genaue Angabe des Temperaturbereichs entsprechend Herstellerangaben in der Packungsbeilage). Im Hinblick auf die angestrebte Unterstützung der in der Praxis auftretenden Fragestellungen ist eine Sensitivität des jeweiligen Tests, die eine Infektion vom Beginn der (übertragungsrelevanten) Ausscheidung des Virus (im oberen Respirationstrakt) bis zum Ende der Kontagiosität des Betroffenen anzeigt, von großem Interesse. Hierfür sind die Ergebnisse vergleichender Studien (PCR/AG-Test/Virusanzucht; Mindest-PPA; Mindest-NPA) bzw. klinische Studien in der praktischen Anwendung des Testes entscheidend. Die wachsenden Kenntnisse über die Leistungsparameter der Antigen-Tests werden es ermöglichen, für klar definierte Fragestellungen den dafür geeigneten Test einzusetzen und damit die PCR-Diagnostik zu entlasten und die Zeiten bis zur Diagnose zu verkürzen, wenn die Leistungsfähigkeit der jeweiligen Teste hinreichend validiert und entsprechend gegeben ist.

Die analytische Sensitivität von Antigentesten liegt aufgrund des Testprinzips unterhalb der analytischen Sensitivität der PCR, die als Referenzmethode gilt. Für die Aussage, wie sensitiv ein Antigentest virale Proteine nachweist (LOD), sind weitere Aussagen zur nachgewiesenen Proteinkonzentration (pg/µl) oder zu infektiösen Partikeln (Tissue Culture Infection Dose 50, TCID50; Plaque Forming Units, PFU) anzustreben. Die Klinische Validierung („Evaluierung“) muss gemäß WHO Instructions and requirements for Emergency Use Listing (EUL) submission eine Reihe von Anforderungen erfüllen.

Unabhängige Validierungen der Leistungsparameter von Antigentesten erfolgen derzeit an mehreren Zentren, deren Ergebnisse auch öffentlich zugänglich sind (siehe https://diagnosticsglobalhealth.org und Foundation for Innovative Diagnostics [FINDDx)). Entsprechende Daten werden zunehmend veröffentlicht (Albert et al., 2020; Berger et al., 2020; Cerutti et al., 2020; Corman et al., 2020; Diao et al., 2020; Dinnes et al., 2020; Krueger et al., 2020; Mak et al., 2020; Nagura-Ikeda et al., 2020). Sie deuten darauf hin, dass zwischen den verschiedenen kommerziell erhältlichen Tests erhebliche Leistungsunterschiede bestehen, was die Wichtigkeit einer herstellerunabhängigen Validierung unterstreicht (Krueger et al., 2020). Bisher liegen noch nicht viele Daten zur Performance/Handhabbarkeit und Leistung der Antigen-Teste in der praktischen Anwendung bei asymptomatisch Infizierten bzw. präsymptomatischen Personen vor (Cerutti et al., 2020; Prince-Guerra et al., 2021). Bevor entsprechende unabhängige Validierungsstudien erfolgt sind, ist die Aussagekraft eines negativen Befundes in diesen Personengruppen begrenzt, so dass insbesondere in Risikosettings (z.B. bei der Aufnahme von Patienten in ein Krankenhaus) die Referenzmethode (PCR) zum Einsatz kommen sollte (WHO, 2020a).

Bei der Testvalidierung sind auch die für das jeweils verwendete Probenmaterial relevanten Interferenzen mit Bakterien der jeweiligen Kolonisationsflora mit einzubeziehen (Instructions and requirements for Emergency Use Listing (EUL) submission). Eine Spezifität nahe 100% ist anzustreben. Bis auf Weiteres ist die Bestätigung positiver Antigen-Testergebnisse durch die PCR erforderlich. Dies dient auch der Sicherstellung der Meldeverpflichtungen.

Angaben zu den Leistungsparametern der verschiedenen Teste müssen die Hersteller der Tests im Rahmen des für die CE-Kennzeichnung erforderlichen Zertifizierungsverfahrens machen. Unabhängige Überprüfungen dieser Parameter sowie die Beobachtung der Leistungsparameter bei der praktischen Anwendung sind anzustreben. Die Ergebnisse sollten bei der Auswahl der Teste berücksichtigt werden (siehe https://diagnosticsglobalhealth.org und Foundation for Innovative Diagnostics (FINDDx)).

Auch zur Bewertung der Testergebnisse müssen die Hersteller Angaben machen. Die Grenzen des Verfahrens müssen bei der Auswahl der Teste und bei der Bewertung der Testergebnisse berücksichtigt werden.

Grundsätzlich werden an einen AG-POCT (Schnelltest) folgende praktische Anforderungen gestellt: schnelle, leicht verständliche und unkomplizierte Testdurchführung am Ort der Probennahme, Zuverlässigkeit der Testergebnisse, Voraussetzungen zur Einhaltung der Biosicherheit bei der Durchführung, eine ausreichende Stabilität in verschiedenen Umgebungen (z. B. Temperatur) sowie definierte Anforderungen an die Sachkunde der Anwender (Dinnes et al., 2020).

Bei der Testdurchführung sind die Gebrauchsinformationen des Herstellers unbedingt zu beachten. So spielt etwa auch die Temperatur, bei der der Test gelagert und durchgeführt wird, eine tragende Rolle für das korrekte Ergebnis. Lagerung und Durchführung müssen bei Raumtemperatur erfolgen, wobei die genauen Temperaturbereiche in den Herstellerangaben in der Packungsbeilage vorgegeben sind.

Sensitivität und Spezifität von Antigentesten müssen die geplanten Einsatzgebiete berücksichtigen. Generelle Empfehlungen und Hilfestellungen zur Identifizierung eines geeigneten Testes finden sich in aktuellen Dokumenten der WHO (WHO, 2020a, d) und des ECDC (European Centre for Disease Prevention and Control, 2020). Hier wird der Einsatz von Antigentesten in Situationen, in denen keine PCR-Testung zur Verfügung steht bzw. ein schnelles Ergebnis für das weitere Patientenmanagement benötigt wird, in den Vordergrund gestellt. Angegeben werden hierfür eine akzeptable Sensitivität von ≥80% und eine akzeptable Spezifität von ≥97%, wünschenswert sind eine Sensitivität von ≥90% und eine Spezifität von ≥99%. 

Um den sicheren Nachweis einer übertragungsrelevanten Infektion zu gewährleisten, sollte sich die Nachweisgrenze der Antigenteste an den bisherigen verfügbaren Daten zur Anzüchtbarkeit von SARS-CoV-2 aus respiratorischen Materialien orientieren (siehe Abschnitt „Infektiosität“). Bislang sind noch nicht viele Daten zur direkten Korrelation zwischen Antigentest-Nachweisgrenzen und dem Vorhandensein infektiöser Viruspartikel publiziert. Daher können diesbezüglich bisher nur indirekte Rückschlüsse gezogen werden, die auf bisher vorhandenen Daten zur Viruslast/Genomkopien als Surrogat für die Infektiosität des Materials beruhen (Jefferson et al., 2020). Für die Detektion einer akuten SARS-CoV-2-Infektion in symptomatischen Personen formuliert die WHO für Antigenteste eine Mindest-Nachweisgrenze äquivalent zu 10^6 (akzeptabel) oder besser 10^4 (wünschenswert) Genomkopien/ml (WHO, 2020d). Eine Studie zum direkten Vergleich zwischen Antigentest-Ergebnissen und Virusanzucht (als Maß für das Vorhandensein infektiöser Viruspartikel) zeigte, dass der verwendete Test Proben mit replikationsfähigem Virus mit einer Sensitivität von 79% (95% CI = 59%–92%; asymptomatische SARS-CoV-2-Infizierte) bzw. 93% (84%–98%; symptomatische Infizierte) erkannte (Prince-Guerra et al., 2021). Zu beachten sind hierbei die erheblichen Leistungsunterschiede der unterschiedlichen kommerziell erhältlichen Tests (Krueger et al., 2020).

Zur Bewertung der Ergebnisse aus AG-Testen

Ein positives Testergebnis bedarf zur Vermeidung falsch-positiver Befunde einer Nachtestung mittels PCR. In Anbetracht der potenziell erheblichen Konsequenzen inkorrekter Ergebnisse bestehen nicht nur an die Sensitivität von Antigentesten hohe Anforderungen, sondern auch an die Spezifität. So wäre bei niedriger Prävalenz/ Vortestwahrscheinlichkeit und geringer Testspezifität mit einer hohen Zahl falsch-positiver Ergebnisse und einer entsprechenden zusätzlichen Belastung des ÖGD durch Auferlegung und ggf. Rücknahme von Maßnahmen zu rechnen.

Ein negatives Ergebnis im Antigentest schließt eine Infektion nicht aus, insbesondere, wenn eine niedrige Viruslast vorliegt, wie z. B. in der frühen Inkubationsphase oder ab der zweiten Woche nach Symptombeginn bzw. in der späten Phase der Infektion. Dies ist bei der Definition von Einsatzgebieten und bei der Interpretation negativer Ergebnisse zu berücksichtigen. Insbesondere in Situationen, bei denen ein falsch negatives Ergebnis gravierende Konsequenzen nach sich ziehen könnte (z. B. Eintrag einer nicht erkannten Infektion in ein Altenpflegeheim; Kohortierungsentscheidungen in Ausbruchsgeschehen) ist dem z. B. durch PCR-Bestätigungstest oder hochfrequente (z.B. im Abstand von 2 bis 3 Tagen) Nachtestungen (sequenzielle Testung) Rechnung zu tragen. Dies ist insbesondere im Rahmen eines Testkonzeptes mit regelmäßigem Einsatz eines entsprechenden Testes von Bedeutung.

Aspekte des Zusammenhangs von Vortestwahrscheinlichkeit und Aussage von Antigentests werden in einer Infografik erläutert.

Antikörpernachweise (Indirekter Nachweis einer Infektion)

Antikörpernachweise dienen aktuell primär infektionsepidemiologischen Fragestellungen. Mögliche Einsatzgebiete von Antikörper-Testen sind sero-epidemiologische Studien zur Erhebung der insgesamt stattgehabten Infektionen in einer Population oder Angebotsuntersuchungen im Rahmen der betriebsärztlichen Überwachung, z. B. von Pflegepersonal in Kliniken.

Zum Nachweis einer vorangegangenen SARS-CoV-2 Infektion stehen verschiedene Test-Formate (ELISA, CLIA) mit unterschiedlichen Virusantigenen (rekombinante S- bzw. N-Proteine) zur Verfügung, mit denen IgM-, IgA-, IgG- oder Gesamtantikörper nachgewiesen werden können. Bei der Mehrzahl der Patienten findet eine Serokonversion in der 2. Woche nach Symptombeginn statt (Sun et al., 2020; Wolfel et al., 2020; Zhao et al., 2020). Aufgrund niedriger Serokonversionsraten in der frühen Phase (Woche 1 bis 2 nach Symptombeginn) der Infektion (Long et al., 2020; Zhao et al., 2020) werden sie für die Akutdiagnostik nicht empfohlen.

Die Interpretation serologischer Testergebnisse muss unter Berücksichtigung der Vortestwahrscheinlichkeit, der jeweiligen epidemiologischen Situation sowie unter Kenntnis der Spezifitäts-/Sensitivitätswerte des verwendeten Testsystems erfolgen. Nach derzeitigem Kenntnisstand lässt ein serologischer Nachweis SARS-CoV-2-spezifischer Antikörper keine eindeutige Aussage zur Infektiosität oder zum Immunstatus zu. Der Nachweis von SARS-CoV-2-spezifischen Antikörpern schließt die Infektiosität eines Patienten nicht aus. Studien zu neutralisierenden Antikörpern deuten darauf hin, dass diese zu protektiver Immunität beitragen können (Cao et al., 2020; Chi et al., 2020; Ju et al., 2020; Kreer et al., 2020; Robbiani et al., 2020). Der Befund einer Serokonversion (IgG bzw. Gesamt-AK) kann einen positiven PCR-Test aus Abstrichmaterial bestätigen. Bei einem negativen oder fraglichen PCR-Test bei noch bestehender COVID-19-kompatibler Symptomatik sollte der Befund einer Serokonversion Anlass für eine zweite PCR-Untersuchung sein.

Wie lange und wie robust nach SARS-CoV-2-Infektion messbare Antikörpertiter vorliegen, ist derzeit unklar. Bislang fehlen systematische Studien, die eine Beurteilung der mit einem Schutz vor einer Reinfektion oder gar erneuten Erkrankung verbundenen Antikörpertiter erlauben. Zahlreiche asymptomatische Personen oder solche mit mildem COVID-19-Verlauf entwickelten eine robuste T-Zell-Antwort (Braun et al., 2020; Grifoni et al., 2020; Le Bert et al., 2020; Weiskopf et al., 2020). Dies war auch der Fall, wenn bei diesen Personen keine Antikörper nachweisbar waren (Sekine et al., 2020). Dies könnte vermuten lassen, dass die T-Zell-Antwort vor einer rekurrenten, schweren COVID-19-Episode schützt; ein wissenschaftlicher Beleg hierfür steht jedoch aus. Bei Verdacht auf eine Reinfektion sollte eine molekulare (PCR) Untersuchung in Verbindung mit einer serologischen Untersuchung erfolgen. Schnellteste zum qualitativen Nachweis von Antikörpern (IgG, IgM) gegen SARS-CoV-2 Antigen in Lateral Flow Assay-Formaten werden kommerziell angeboten. Die WHO empfiehlt den Einsatz von immuno-diagnostischen Schnelltesten derzeit nur im Kontext von Forschungsprojekten.

Aktuell stehen verschiedene humane Seren von Rekonvaleszenten als Referenzmaterialien für eine Qualitätskontrolle serologischer Untersuchungsmethoden zur Verfügung, die mit verschiedenen Methoden vergleichend charakterisiert wurden:

EC JRC Referenzmaterial:
https://ec.europa.eu/jrc/en/news/new-reference-materials-quality-control-covid-19-antibody-tests

NIBSC Referenzmaterial:
https://www.nibsc.org/documents/ifu/20-162.pdf

Bemerkungen zur Interpretation von Laborergebnissen (siehe auch Abbildung)

Die Bewertung der Ergebnisse von In vitro-Diagnostika erfordert grundsätzlich Sachkunde und die Einbeziehung von Kenntnissen über die Testindikation, die Qualität der Probennahme und die Konsequenzen eines positiven oder negativen Ergebnisses.

Reaktivität der PCR-Diagnostik: Studien zeigen, dass Probenmaterialien aus dem oberen Respirationstrakt von SARS-CoV-2-infizierten Individuen bei Symptombeginn hohe Viruskonzentrationen beinhalten können, die durch RT-PCR nachweisbar sind. Ein Virusgenomnachweis durch RT-PCR gelingt bereits in der präsymptomatischen Phase in diversen Patientenmaterialien mehrere Tage vor (Arons et al., 2020; Hurst et al., 2020; Kimball et al., 2020; Singanayagam et al., 2020) und Wochen nach (Xiao et al., 2020; Zhou et al., 2020) Symptombeginn. In einer Studie älterer Patienten wurde das Virusgenom bereits 7 Tage vor Symptombeginn nachgewiesen (Arons et al., 2020). In Einzelfällen ist ein Virusgenomnachweis in Proben aus dem Respirationstrakt bis 60 Tage nach Symptombeginn möglich (Zheng et al., 2020). Allerdings kann auch bei wiederholt negativen RT-PCR-Nachweisen aus Naso- bzw. Oropharyngealabstrichen eine Infektion nicht vollends ausgeschlossen werden.

Zur Frage der Infektiosität : Das Vorhandensein infektiöser Viruspartikel im Probenmaterial kann mittels Virusanzucht in geeigneten Zellkultursystemen bewertet werden. Der Anzuchterfolg variiert dabei in Abhängigkeit von der Viruslast, dem Abnahmesystem und der Transportzeit sowie von dem verwendeten Zellkultursystem. Replikationsfähiges Virus kann schon bei präsymptomatischen Patienten nachgewiesen werden (Arons et al., 2020; Singanayagam et al., 2020), passend zu der Tatsache, dass ein erheblicher Anteil von SARS-CoV-2 Übertragungen von prä- aber auch asymptomatischen Personen ausgeht, die sich nicht krank fühlen (He et al., 2020a, b; Kasper et al., 2020; Letizia et al., 2020; Moghadas et al., 2020; Wei et al., 2020).

Arons et al. berichten über erfolgreiche Virusanzucht bis zu 6 Tage vor Symptombeginn. Einschränkend ist hier hinzuzufügen, dass klare zeitliche Eingrenzung des Symptombeginns nicht immer möglich ist, insbesondere wenn atypische oder paucisymptomatische Verläufe vorliegen (Graham et al., 2020; McMichael et al., 2020). Nach dem Auftreten erster Symptome sinkt die Anzuchtwahrscheinlichkeit kontinuierlich ab.

Bei mild-moderater Erkrankung und normalem Immunstatus nimmt die Anzuchtwahrscheinlichkeit innerhalb von 10 Tagen nach Symptombeginn deutlich ab; zu späteren Zeitpunkten ist die Virusanzucht eher selten erfolgreich (Arons et al., 2020; Bullard et al., 2020; Covid-Investigation Team, 2020; Liu et al., 2020; National Centre for Infectious Diseases and Chapter of Infectious Disease Physicians / Academy of Medicine in Singapore, 2020; Perera et al., 2020; Singanayagam et al., 2020; Wolfel et al., 2020). Unveröffentlichte Daten aus dem RKI zeigen ebenfalls, dass bei vorwiegend ambulanten Patienten die Virusanzucht 10 Tage nach Symptombeginn nur selten gelang (> 230 untersuchte Proben).

Anders verhält es sich bei schwer erkrankten Patienten und immundefizienten Personen: hier kann replikationsfähiges Virus über Zeiträume >10 Tage ausgeschieden werden. Für hospitalisierte Patienten mit schweren klinischen Verläufen stellte man in Querschnittstudien eine Ausscheidungsdauer bis zu 20 Tagen fest (Jeong et al., 2020; van Kampen et al., 2021). Für immundefiziente Patienten wird ebenfalls über protrahierte Ausscheidung infektiöser Viren berichtet, z.B. über mindestens 20 Tage (Koff et al., 2020), bzw. über Wochen oder gar Monate bei schwerer Immunsuppression (Avanzato et al., 2020; Aydillo et al., 2020; Choi et al., 2020). Ob neben Erkrankungsschwere und Immunstatus das Lebensalter die Zeitdauer der Ansteckungsfähigkeit beeinflusst, ist bislang nicht abschließend geklärt. Hohes Alter stellt jedoch einen unabhängigen Risikofaktor für die längere Ausscheidung von SARS-CoV-2-RNA dar (Xu et al., 2020; Zheng et al., 2020).

Im Unterschied zu replikationsfähigem Virus ist SARS-CoV-2 virale RNA bei vielen konvaleszenten Patienten noch Wochen nach Symptombeginn in der RT-PCR nachweisbar (Xiao et al., 2020; Zheng et al., 2020; Zhou et al., 2020). Dass diese positiven RT-PCR-Ergebnisse bei konvaleszenten Patienten nicht zwingend mit Kontagiosität gleichzusetzen sind, wurde mehrfach gezeigt, zum einen durch die parallele Durchführung von PCR und Virusanzucht (Bullard et al., 2020; Covid-Investigation Team, 2020; Singanayagam et al., 2020; Wolfel et al., 2020) und zum anderen durch eine großangelegte Studie des koreanischen CDC, die unter anderem Kontaktpersonen von genesenen Patienten mit erneut positiver PCR untersuchte (Korea Centers for Disease Control, 2020).

Mehrere Arbeiten legen einen Zusammenhang zwischen Viruslast und Anzüchtbarkeit der Viren in Zellkultur nahe, der z. B. bei der Bewertung von anhaltend positiven PCR-Ergebnissen hilfreich sein kann (Arons et al., 2020; Perera et al., 2020; Singanayagam et al., 2020; van Kampen et al., 2021; von Kleist et al., 2020; Wolfel et al., 2020). Einschränkend muss hierbei jedoch das Vorhandensein von subgenomischer RNA sowie nicht-infektiösen Viruspartikeln bedacht werden, was zu einer Überschätzung der tatsächlichen Anzahl an Virusgenomen führen kann (Gallichotte et al., 2020; Larremore et al., 2020).

Als proxy für einen Schwellenwert der Virus-RNA-Last haben mehrere Arbeitsgruppen auch Ct-“cut-off” Werte im jeweils verwendeten Testsystem abgeleitet, die meist zwischen 31 und 34 liegen (Arons et al., 2020; La Scola et al., 2020; National Centre for Infectious Diseases and Chapter of Infectious Disease Physicians / Academy of Medicine in Singapore, 2020). Allerdings konnten Singanayagam et al. auch noch in 8% der Proben mit einem Ct-Wert >35 replikationsfähiges Virus nachweisen (Singanayagam et al., 2020). Dies verdeutlicht, welch große Varianz sich bei Verwendung des Ct-Wertes aus den verschiedenen Testsystemen ergibt. Nach (Rhoads et al., 2020) zeigen zum Beispiel Auswertungen aus Ringversuchen (QCMD), dass der Ct-Wert bei gleicher Viruslast von Labor zu Labor unterschiedlich ausfallen kann (Matheeussen et al., 2020). Besser ist daher die Umrechnung von Ct-/Cq-Werten in Virus-RNA-Lasten (RNA-Kopien pro Probenvolumen) durch Kalibration mit Hilfe einer standardisierten Virus-RNA-Präparation. Daher sind mittlerweile quantitative Referenzproben verfügbar, welche die Vergleichbarkeit der verschiedenen RT-PCR-Testsysteme ermöglichen (s.Abschnitt „Qualitätssicherung in der PCR-Diagnostik“ weiter oben). Informationen zur Testdurchführung und Anwendung der quantitativen Referenzproben einschließlich Daten zu ihrer Charakterisierung in verschiedenen Laboren sind im von INSTAND herausgegebenen Begleitheft verfügbar.

Die Viruslast ist allein nicht ausreichend, die Kontagiosität eines Patienten zu beurteilen. Diese wird durch weitere Faktoren beeinflusst, wie beispielsweise die Zeit seit Symptombeginn, den klinischen Verlauf (Besserung der Symptomatik) und Verhaltensweisen der betroffenen Person (z. B. Singen). In welchem Maße ein SARS-CoV-2-infizierter Mensch das Virus an andere weitergibt, hängt nicht nur von der individuellen Kontagiosität ab, sondern auch von der Dauer und Art des Kontakts sowie von Außenumständen wie z.B. der Raumbelüftung, der Luftfeuchtigkeit und der Lufttemperatur.

Bei der Beurteilung der Übertragbarkeit der o.g. Ergebnisse auf die eigenen Befunde sind stets der Zeitpunkt der Probennahme in Bezug auf den Krankheitsverlauf, die Qualität sowie die Art des Materials bzw. der Abstrichort, die Aufarbeitung und das verwendete Testsystem zu berücksichtigen.

Zur Bedeutung quantitativer Untersuchungsergebnisse s. oben (Direkter Erregernachweis durch RT-PCR; Qualitätssicherung).

Testungen im Zusammenhang mit einem erhöhten Expositionsrisiko: Das individuelle Expositions- bzw. Infektionsrisiko ist von der epidemiologischen Lage am Aufenthaltsort, dem jeweiligen Verhalten sowie der Disposition für die Infektion abhängig.
So können Reisen in Risikogebiete das SARS-CoV-2-Expositionsrisiko gegenüber dem Wohnort erhöhen, z. B. aufgrund höherer Prävalenz im Reiseland oder veränderten Risikoverhaltens und höherer Zahl sozialer Kontakte im Urlaub. Auch längere Schiffs-, Bahn , Bus- und Flugreisen können mit erhöhtem Expositionsrisiko einhergehen.
Bei Testungen in diesem Zusammenhang muss berücksichtigt werden, dass SARS-CoV-2-Tests in der praktischen Anwendung keine 100%ige Sensitivität aufweisen und das Ergebnis zudem vom Zeitpunkt der Testung nach Infektion abhängig ist (Kucirka et al., 2020; Woloshin et al., 2020) (siehe auch oben: "Ein negatives PCR-Ergebnis schließt die Möglichkeit einer Infektion mit SARS-CoV-2 nicht aus."). Zudem ist unmittelbar nach Ansteckung ein diagnostischer Nachweis noch nicht möglich, da in dieser Phase der Infektion noch keine nachweisbare Vermehrung des Virus im oberen Respirationstrakt erfolgt. Das konkrete Restrisiko bei negativem Testergebnis ist somit von vielen Faktoren abhängig (s. Vortestwahrscheinlichkeit, die neben dem Zeitpunkt der Testung auch von der Prävalenz der Infektion und dem Verhalten (!) am Aufenthaltsort abhängig ist, sowie, wie bei jedem diagnostischen Verfahren, von der Sensitivität des Tests).

Es ist daher hilfreich, bei der Bewertung von Test-Ergebnissen diese Aspekte zu berücksichtigen. Die Zusammenhänge lassen sich in Form der Wahrscheinlichkeit, dass eine negativ getestete Person doch mit SARS-CoV-2 infiziert bzw. ansteckend ist, mathematisch fassen. Durch eine Testung am Tag 1 nach erfolgter Infektion kann diese Infektion in der Regel noch nicht erkannt werden. Ab einem Intervall von etwa 5 Tagen nach einer übertragungsrelevanten Exposition trägt ein negativer Test zur besseren Einschätzung des Vorliegens bzw. nicht Vorliegens einer Infektion bei, d. h. es sinkt die Wahrscheinlichkeit, dass bei einer negativ getesteten Person ohne Symptome eine Infektion vorliegt.

Eine zweimalige bzw. zeitversetzte Testung (z. B. am Tag 5 bis 7 nach Exposition) erhöht die Aussagekraft und reduziert das Restrisiko relevant. Am geringsten ist das Restrisiko, wenn nach Exposition eine 14-tägige Quarantäne erfolgt ist (auch ohne Testung). Alternativ zu einer 14-tägigen Quarantäne ohne Testung kann die Quarantänezeit verkürzt werden, wenn am Ende der verkürzten Quarantäne ein abschließender, negativer Test vorliegt. Mathematische Modellierungen weisen darauf hin, dass bei negativer Testung am Tag 10 nach Exposition die Quarantänezeit beendet werden kann, ohne dabei das Infektionsrisiko zu erhöhen (van der Toorn et al., 2020; von Kleist et al., 2020).

Erforderlichkeit einer Testung trotz stattgehabter Impfung: Die bisher veröffentlichten Ergebnisse zur Effektivität von Impfstoffen basieren noch auf kurzen Zeitreihen, bei denen etwa Geimpfte lediglich bis zwei Monate nach Impfung beobachtet wurden. Sie lassen noch keine sicheren Aussagen hinsichtlich der Ansteckungsfähigkeit geimpfter Personen zu (Polack et al., 2020). Da bislang unbekannt ist, ob SARS-CoV-2 auch von geimpften Personen übertragen werden kann, sollte bis auf Weiteres bei geimpften Personen eine SARS-CoV-2-Testung nach den gleichen Kriterien wie bei ungeimpften Personen erfolgen. Darüber hinaus wird es auch Personen geben, die aus unterschiedlichen Gründen nur einmalig geimpft werden konnten, obwohl eine zweimalige Impfung vorgesehen war. Da auch für diese Gruppe das Risiko des Auftretens einer Transmission unbekannt ist, wird einstweilen eine Testung empfohlen.

Gemäß § 7 (1) IfSG sind der direkte und indirekte Nachweis von SARS-CoV-2 meldepflichtig, soweit der Nachweis auf eine akute Infektion hinweist.

Im Vordergrund steht der direkte Erregernachweis (RT-PCR/NAAT und Antigennachweis). Mit den derzeit am Markt befindlichen serologischen Tests kann bei einmaliger Untersuchung nicht ausreichend sicher festgestellt werden, ob eine akute Infektion vorliegt. Sollte im Rahmen einer Untersuchungsserie bei einer Person eine Serokonversion oder eine deutliche Titerzunahme für IgG- oder Gesamt-Antikörper in demselben Testverfahren festgestellt werden (Abstand der beiden Tests maximal 30 Tage), kann dies insbesondere bei entsprechender Symptomatik auf eine akute Infektion hinweisen. Der einmalige Nachweis von IgM (oder IgA) lässt nicht sicher auf eine akute Infektion schließen. Die Bewertung, ob der Nachweis auf eine akute Infektion hinweist, muss unter Berücksichtigung der Eigenschaften der jeweils verwendeten Tests, ggf. durchgeführten Voruntersuchungen und anamnestischen Angaben durch das diagnostizierende Labor im Rahmen des laborärztlichen Befundes erfolgen.

Die Interpretation der Daten würde erleichtert, wenn neben den für die virologisch/mikrobiologische Diagnostik essentiellen Informationen, folgende ergänzende Angaben auf dem Probenbegleitschein vermerkt würden:

  • Symptombeginn
  • Testindikation:

    • Reiserückkehrer (Risikogebiet)
    • Kontaktperson Kategorie I (Zeitpunkt des Kontaktes)
    • Ausbruchgeschehen
    • Mitarbeiter/in im Gesundheitswesen (§23 IfSG)
    • Aufnahme in ein Krankenhaus (§23 IfSG)
    • Aufnahme in ein Heim (Pflegeheim)
    • Gemeinschaftseinrichtung (§36 IfSG)

Orientierender Überblick über Angaben zum Nachweis infektiöser Viren im Kontext von anderen Laborparametern bei COVID-19 im zeitlichen Verlauf ([Ziffern] verweisen auf Referenzen). Abb.: Orientierender Überblick über Angaben zum Nachweis infektiöser Viren im Kontext von anderen Laborparametern bei COVID-19 im zeitlichen Verlauf ([Ziffern] verweisen auf Referenzen).

Zum Vorgehen bei Patienten mit bestätigter SARS-CoV-2-Infektion s. www.rki.de/covid-19.

* bisher liegen nur wenige Daten zur Kinetik von Antigennachweisen mittels entsprechender Tests, insbesondere in der präsymptomatischen Phase, vor; die Darstellung hier beruht auf der Annahme von Optimalbedingungen der Präanalytik, den Daten aus (Berger et al., 2020) und, im Falle der Angaben vor Symptombeginn, auf Daten zur Viruslast von (Kissler et al., 2020).

Ansprechpartner zu Fragen der Labordiagnostik und Referenzuntersuchungen:

Arbeitsgemeinschaft zur Coronavirus-Diagnostik, Institut für Virologie der Charité und Robert Koch- Institut:

Konsiliarlabor für Coronaviren

Prof. Dr. C. Drosten (Leiter)
Dr. Victor M. Corman (Stellv. Leiter)
Institut für Virologie
Campus Charité Mitte
Charité Universitätsmedizin Berlin

Adresse für Probeneinsendungen:
Labor Berlin – Charité Vivantes GmbH
Sylter Staße 2
13353 Berlin

Einsendeschein: Formular auf der Homepage des Konsiliarlabors (PDF-Datei)

Kontakt:
Telefon: 030 450 525 092
Telefax: 030 450 525 907
E-Mail: christian.drosten[at]charite.de
victor.corman[at]charite.de

Homepage: https://virologie-ccm.charite.de/diagnostik/konsiliarlaboratorium_fuer_coronaviren/

RKI

Zentrum für Biologische Gefahren und Spezielle Pathogene 1 (Hochpathogene Viren)
Fachgebiet 17 (Influenzaviren und weitere Viren des Respirationstraktes)

Kontakt:
Kontaktformular
Homepage: www.rki.de
Einsendeschein: Begleitschein zur Einsendung von Probenmaterial für die Diagnostik von SARS-CoV-2 (PDF, 133 KB, Datei ist nicht barrierefrei)

Die Gesellschaft für Virologie listet eine Reihe von universitären und öffentlichen Laboratorien in verschiedenen Bundesländern als weitere Ansprechpartner zu Fragen der SARS-CoV-2 Diagnostik auf.

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Stand: 12.02.2021

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